便携式光合-荧光测量系统——GFS-3000

主要功能

• 测量光合作用、蒸腾作用、呼吸作用、叶绿素荧光（可选）

• 气体交换和荧光参数的光响应曲线和 CO2 响应曲线

• 同步测量 CO2 气体交换与其它光合指标

测量参数

净光合速率，呼吸速率，蒸腾速率，气孔导度，胞间二氧化碳浓度，叶绿素荧光参数（可选）等

应用领域

植物生理、植物生态、农学、林学、园艺学等。

主要技术参数

CO2/H2O分析器

• CO2 测量：两个绝对独立的测量探头，测量范围 0～5000 ppm，分辨率 0.01 ppm。

• H2O 测量：两个绝对独立的测量探头，测量范围 0～75000 ppm，分辨率 0.01 ppm。

• 绝对模式下的最大噪音：CO2 < 0.2 ppm（0.2 μmol mol-1）；H2O < 30 ppm（30 μmol mol-1）。

• 气压测量：范围：60～110 kPa；精度：±0.1%。

• 流速测量：热气流计，范围 0～1500 μmol s-1；精度：±1%。

• 用户面板：全新彩色触摸显示屏，安装专为嵌入式系统设计的 Windows 操作系统。背景光 7 级可调，阳光下能清晰显示。触摸屏可用手指直接操作，也可用附带的塑料触摸笔操作。有效显示面积 10 cm × 13 cm。

• CO2 控制：通过热动式调节阀控制 CO2 浓度，范围 0～2000 ppm；CO2 可由 CO2 小钢瓶（通过 CO2 注入系统）或外接罐装大钢瓶（通过减压阀）提供。

• H2O 控制：干、湿双重控制系统，无论叶室内空气过度干燥或湿润，均可迅速调节到所需湿度；范围 0～100 % rh（非冷凝）。

• 电源供应：14.4V/6.7 Ah 96Wh可充电eSMART电池，2块电池即可运行机器，标配 4块，可不间断测量更换电池；可外接交流电适配器 3020-N。

• 工作时间：2 块电池工作时间~4.5小时，4块电池，2组，工作时间 ～9 小时，可选择加配电池。

• 工作温度： -5℃ ～＋45℃。

叶室

• 温度测量范围： -10℃ ～＋50℃，精度 ±0.1℃。

• 温度控制：3 种控温模式：（控制）叶室温度跟随环境温度变化；设定恒定叶室温度（叶片温度可变）；设定恒定叶片温度（叶室温度可变）。叶室温度可控范围：低于环境温度 10℃ ～＋50℃。

• 叶片温度测量：热电耦，测量范围 -10℃ ～＋50℃，精度 ±0.2℃。

• 外置光量子传感器：测量光合有效辐射（PAR），测量范围 0～2500 μmol m-2 s-1，精度 ±5％，Cosine 校正。

• 叶室内置光量子传感器：测量光合有效辐射（PAR），测量范围 0～2500 μmol m-2 s-1，精度 ±10％。两个传感器，分别测量叶片正面和背面 PAR 变化。

• 叶室通风系统：叶室上、下部各有一个风扇，由各自独立的电机控制，速度可调，可对叶室（叶片）上、下部分别通风，保证叶室内气体均匀混合。

• 叶面积：标准 8 cm2，更换配件后可选择测量面积 1～12.5 cm2，可适应不同的叶形。

• 叶室体积：标准40 ml。

• 工作温度： -5℃ ～＋45℃。

红蓝LED光源

设计：24 个红色发光二极管（LED）和 2 个蓝色 LED 组成的 LED 阵列。

光强范围：0～2000 μmol m-2 s-1，92% 的红光（650 nm）和 8% 的蓝光（470 nm）。

光场匀质性： ±20%

叶面积：8 cm2

电量消耗：最大 5 W

工作温度： -5℃ ～＋45℃ 

PAR测量设计

GFS-3000 系统具备 PAR 测量设计：三个 PAR 传感器（下图红圈部分），分别测量环境 PAR，叶室内部叶片正面 PAR，以及叶室内部叶片背面 PAR。本设计的优点在于不会忽略叶片背面的光合作用测量。 

温度测量设计

四温度测量设计：

•  Tleaf：热电偶，测量叶片温度

•  Tcuv：Pt-100 热敏电阻，测量叶室温度

•  Tamb：Pt-100 热敏电阻，测量环境温度

•  Ttop：Pt-100 热敏电阻，测量叶室上部温度

多种叶室可供选择

GFS-3000 标准叶室的设计允许快速、简便的更换各种满足特殊需要的叶室。红蓝 LED 光源 3040-L 可与所有叶室连接使用。

标准叶室

适合多数叶片，标准测量面积 8 cm2，可更换配件满足 1～12.5 cm2 的测量面积。 

柱状叶室

适合地衣、苔藓、土壤样品和小动物等。

针叶叶室

适合各种针叶植物叶片或小枝条。

拟南芥植株叶室

大容积，可放进（盆）直径 55 cm～70 mm 的盆栽拟南芥或其它小植株。

同步测量植物 CO2 气体交换与其它光合指标的解决方案

光合作用是地球上重要的化学反应之一，是整个生物圈物质循环与能量流动的基础。测量生物的光合作用一直是科研界的热点。

传统的光合作用测量主要包括调制叶绿素荧光（PAM 技术）、CO2 气体交换和光合放氧三大技术，几十年来在国际科研界均得到了广泛应用。由于调制叶绿素荧光和 CO2 气体交换都可以做到无损、原位、活体测量，对同一个样品可以进行长期的胁迫处理研究（光合放氧需要破碎叶片），因此应用更广泛一些。

此外，还有一种差式吸收技术，可以通过测量光合组分在氧化还原（或加亚基、去亚基）过程中的差式吸收来反映他们的活性。如通过测量光系统 I 反应中心叶绿素 P700 的差式吸收来测量光系统I的活性（DUAL-PAM-100），通过测量 P515/535 的差式吸收来测量跨膜质子梯度 ΔpH 和玉米黄素（Zea）的变化（DUAL-PAM-100 的 P515/535 模块），通过测量 500-570 nm 的差式吸收来测量 C550、Cyt b559、Cyt b563、Cyt c556、Cyt c6、Cyt f 等的活性变化（KLAS-100）。这种技术信号弱、难度高，但也具有无损、原位、活体测量的特点。随着双通道 PAM-100 测量系统 DUAL-PAM-100 的大规模商业化生产，差式吸收技术已在国际光合作用学界得到广泛应用。

更加可喜的是，可以同步测量 C550、Cyt b559、Cyt b563、Cyt c556、Cyt c6、Cyt f、P515、Scatt（散射信号）、Zea（玉米黄素）等活性的动态 LED 阵列差示吸收光谱仪 KLAS-100 也已研发成功，大大拓展了差示吸收技术在光合作用研究领域的应用。

除了利用上述几种技术进行单独测量外，从上世纪 80 年代后期，逐渐开始了两种技术的同步测量，如同步测量调制叶绿素荧光与 CO2 气体交换、同步测量调制叶绿素荧光与光合放氧等。

随着技术的进步，有越来越多的指标可以同步测量，而且即使是两种指标的同步测量（如调制叶绿素荧光与 CO2 气体交换），也可以有多种测量模式可供选择。

德国 WALZ 公司拥有 CO2 气体交换、调制叶绿素荧光和差式吸收三种核心技术。为了方便广大科研工作者更深入的了解各种光合作用的同步测量技术，泽泉生态开放实验室（Zealquest Laboratory for Ecological Research）总结出了一套 CO2 气体交换与其它光合指标的同步测量解决方案，希望能为相关单位提供参考。

方案功能与设备

CO2 气体交换与调制叶绿素荧光、差式吸收等技术的同步测量，有很多模式可供选择。下面将根据技术难度从低到高的顺序，分 5 方面进行介绍。

同步测量一：同步测量 CO2 气体交换与叶绿素荧光

CO2气体交换与叶绿素荧光的同步测量，主要有以下几种模式：

模式一（GFS-3000/FL）：便携式光合仪 GFS-3000 连接荧光附件 3057-FL，在仪器提供的人工光下同步测量气体交换与叶绿素荧光。3057-FL 不能单独使用。		模式二（GFS-3000/F）：便携式光合仪 GFS-3000 连接荧光附件 3050-F，在自然光下或人工光下同步测量气体交换与叶绿素荧光。3050-F 不能单独使用。
模式三（GFS-3000/M）：便携式光合仪 GFS-3000 连接超便携式调制荧光仪 MINI-PAM，在自然光下或人工光下同步测量气体交换与叶绿素荧光。MINI-PAM 可单独使用。		模式四（GFS-3000/J）：便携式光合仪 GFS-3000 连接基础型调制荧光仪 JUNIOR-PAM，在自然光下或人工光下同步测量气体交换与叶绿素荧光。JUNIOR-PAM 可单独使用。

上述 4 种模式可以根据需要灵活选择，特别是模式三，既可同步测量，也可分开测量。由于光合仪比较沉重，在许多条件苛刻的场合就可以携带极便携的 MINI-PAM 进行测量。

同步测量二：同步测量 CO2 气体交换与叶绿素荧光成像

CO2 气体交换与叶绿素荧光成像的同步测量，主要有一下几种模式【技术文献见“代表文献"部分】。

模式一：与 MINI-IMAGING-PAM 联用 测量面积 2 x 3.2 cm		模式二：与 MAXI-IMAGING-PAM 联用 测量面积 10 x 13 cm
GFS-3000/IM-MINI 连接标准测量叶室，适合大多数样品测量。
GFS-3000/IM-MINI-Arabidopsis 连接拟南芥整株叶室，适合小植株的整株测量。		GFS-3000/IM-MAXI 连接特制大叶室，适合大型叶片的测量。

由于 M 系列 IMAGING-PAM 可以共用一个主机分别连接多个测量面积不同的探头（MAXI-，MINI-，MICROSCOPY-），而 GFS-3000 又有多种叶室可供选择，这就极大丰富了同步测量 CO2 气体交换与叶绿素荧光成像的模式。如分别与 IMAGING-PAM 的 MAXI- 和 MINI- 探头连接，就可在不同的测量面积上同步测量。另外，与拟南芥整株叶室结合，就可测量小植株的整株气体交换和荧光成像。

GFS-3000 设计的一个重要特点就是，标准叶室、柱状叶室、针叶/簇状叶室、拟南芥整株叶室的上表面是相同的，都可以与 MINI-IMAGING-PAM 结合使用，更进一步扩大了同步测量的应用范围。

同步测量三：同步测量 CO2 气体交换、P700 与叶绿素荧光

光合仪 GFS-3000 与 DUAL-PAM-100 测量系统联用，实现了气体交换、叶绿素荧光与差式吸收同步测量。同步测量 CO2 气体交换与 叶绿素荧光和P700 。

系统组成 

DUAL-PAM-100	3010-DUAL	GFS-3000
GFS-DUAL

主要功能

• 同步测量 P700、叶绿素荧光与气体交换

• 同步测量 P700、叶绿素荧光与气体交换的暗-光诱导曲线

• 同步测量 P700、叶绿素荧光与气体交换的光响应曲线和 CO2 响应曲线

• 典型的气体交换测量，如光合作用、蒸腾作用、呼吸作用

• 典型的叶绿素荧光测量，如诱导曲线、快速光曲线、淬灭分析、暗驰豫等

• 典型的 P700 曲线测量

• 叶绿素荧光与 P700 的快速诱导动力学等

• 编程进行复杂的同步或独立测量

测量参数

• PS II 参数：Fo, Fm, F, Fm’, Fv/Fm, Y(II), Fo’, qP, qL, qN, NPQ, Y(NPQ), Y(NO) 和 ETR(II) 等

• PS I 参数：P700, Pm, Pm’, P700red, Y(I), Y(ND), Y(NA) 和 ETR(I) 等

• 气体交换参数：参比室和样品室的 CO2 绝对值（CO2abs，CO2sam），参比室和样品室的 H2O 绝对值（H2Oabs，H2Osam），流速（gas flow），环境气压（Pamb），叶室温度（Tcuv），叶片温度（Tleaf），环境温度（Tamb），环境 PAR（PARamb），叶室内叶片正面 PAR（PARtop），叶室内叶片背面 PAR（PARbot），叶室相对湿度（rH），蒸腾速率（E），水气压饱和亏（VPD），叶片气孔导度（GH2O），净光合速率（A），胞间 CO2 浓度（Ci），环境 CO2 浓度（Ca），植物水分利用效率，CO2 响应曲线，光响应曲线等

DUAL-PAM 气体交换叶室——3010-DUAL

3010-DUAL	3010-DUAL 与 DUAL-PAM-100 的测量头连接

专为 DUAL-PAM-100 与 GFS-3000 的同步测量设计，由特制叶室（带温度和 PAR 传感器）、风扇、导光杆、电子盒与支架构成。同步测量时，光源由 DUAL-PAM-100 的测量头提供，气体交换由 GFS-3000 的红外分析器检测，P700和叶绿素荧光由 DUAL-PAM-100 的检测器测量。

需要注意的是，3010-DUAL 可以连接 DUAL-PAM-100 的 DUAL-DB 测量头，但不能连接 DUAL-DR 测量头。DUAL-DR 的光学单元太复杂，连接 3010-DUAL 容易损伤 DUAL-DR。

测量实例

下面的两个图是以洋常春藤（Hedera helix）为材料，利用本系统同步测量的 P700、叶绿素荧光和气体交换的诱导曲线。

洋常春藤（Hedera helix）的 P700（蓝色）和叶绿素荧光（红色）的诱导曲线

洋常春藤（Hedera helix）的净光合速率（红色）和气孔导度（蓝色）的诱导曲线

同步测量四：同步测量 CO2 气体交换与跨膜质子动力势（pmf）、跨膜质子梯度（ΔpH） 、跨膜电位（ΔΨ）和玉米黄素（Zea）

P515/535 模块是 WALZ 公司为 DUAL-PAM-100 设计的测量模块，可以直接连接 DUAL-PAM-100 的主机，测量 550-510 nm 的差式吸收以及 535 nm 波长的信号变化。P515/535 模块可以测量光合器官的跨膜质子动力势（pmf）、跨膜电位（Δψ）、跨膜质子梯度（ΔpH）和玉米黄素（Zea）变化等内容。此外，该模块还提供一种特殊的 “P515 Flux" 操作模式，可让光化光以光-暗脉冲形式打开-关闭（1/1调制光/暗），原位测量活体样品处于稳态的偶联电子和质子的流动速率。

GFS-3000 通过专用气体交换叶室 3010-DUAL 与 DUAL-PAM-100 以及 P515/535 模块联用后，做到了同步测量 CO2 气体交换与跨膜质子动力势（pmf）、跨膜质子梯度（ΔpH） 、跨膜电位（ΔΨ）和玉米黄素（Zea）。由于 ΔpH 和 Zea 都与叶黄素循环密切相关，而叶黄素循环是植物光保护的重要调节机制，再结合气体交换指标反映的 Calvin 循环状况，就可以非常深入的对植物光保护调节机制进行研究。

DUAL-PAM-100 P515/535 与 GFS-3000 联用

 同步测量五：同步测量 CO2 气体交换与 C550、Cyt b559、Cyt b563、Cyt c556、Cyt c6、Cyt f、P515、Scatt（散射信号）、Zea（玉米黄素）

传统的差式吸收技术每次只能测量一个组分的差式吸收变化，而光合机构特别复杂，很多组分是偶联在一起发挥作用的，几种组分分开测量的结果难以较好表征它们在偶联的功能体下的实际作用机制。

Schreiber 教授花费 20 年时间研制的动态 LED 阵列差式吸收光谱仪 KLAS-100 解决了上述缺陷。它采用 500－570 nm的差示吸收光谱技术来同步测量光合膜上 C550、Cyt b559、Cyt b563、Cyt c556、Cyt c6、Cyt f、P515、Scatt（散射信号）、Zea（玉米黄素）等8种组分的氧化还原变化。

著名的 DUAL-PAM-100 测量系统只有两个测量通道，而 KLAS-100 有 10 个测量通道。因此，1 台 KLAS-100 相当于 5 台 DUAL-PAM-100 的功能。

GFS-3000 通过 3010-DUAL 专用气体交换叶室与 KLAS-100 联用后，做到了同步测量 CO2 气体交换与 C550、Cyt b559、Cyt b563、Cyt c556、Cyt c6、Cyt f、P515、Scatt（散射信号）、Zea（玉米黄素）。

这些测量指标结合在一起，可以进行非常复杂的、前人未做过的深入研究。KLAS-100 是刚刚发展成熟的一种技术，在著名的《Plant Physiology》上发表了两篇文献。

KLAS-100

同步测量技术选购指南

利用 GFS-3000 与其它技术（调制叶绿素荧光、差式吸收）的联用，可以实现多种光合指标的同步测量，利用无损、原位、活体的测量进行非常复杂、深入的机理性研究。下表是实现这些测量功能的选购指南：

产地：德国 WALZ

代表文献

数据来源：光合作用文献 Endnote 数据库

原始数据来源：Google Scholar

Grinberg, M. A., et al. (2021). "Effect of chronic β-radiation on long-distance electrical signals in wheat and their role in adaptation to heat stress." Environmental and Experimental Botany 184: 104378.

Ifuku, K., et al. (2020). "Editorial: O2 and ROS Metabolisms in Photosynthetic Organisms." Front Plant Sci 11: 618550.

Khlopkov, A., et al. (2021). "Participation of calcium ions in induction of respiratory response caused by variation potential in pea seedlings." Plant Signal Behav: 1869415.

Turcios, A. E., et al. (2021). "Potassium, an important element to improve water use efficiency and growth parameters in quinoa (Chenopodium quinoa) under saline conditions." Journal of Agronomy and Crop Science n/a(n/a).

Basso, L., et al. (2020). "Collaboration between NDH and KEA3 Allows Maximally Efficient Photosynthesis after a Long Dark Adaptation." Plant Physiology 184(4): 2078-2090.

Cui, Y.-N., et al. (2020). "Chloride is beneficial for growth of the xerophyte Pugionium cornutum by enhancing osmotic adjustment capacity under salt and drought stresses." Journal of Experimental Botany 71(14): 4215-4231.

Dayer, S., et al. (2020). "The sequence and thresholds of leaf hydraulic traits underlying grapevine varietal differences in drought tolerance." Journal of Experimental Botany.

Du, B., et al. (2020). "Physiological responses of date palm (Phoenix dactylifera) seedlings to seawater and flooding." New Phytologist n/a(n/a).

Grieco, M., et al. (2020). "Adjustment of photosynthetic activity to drought and fluctuating light in wheat." Plant, Cell & Environment 43(6): 1484-1500.

Guo, H., et al. (2020). "Sodium chloride facilitates the secretohalophyte Atriplex canescens adaptation to drought stress." Plant Physiol Biochem 150: 99-108.

Kimura, H., et al. (2020). "Improved stomatal opening enhances photosynthetic rate and biomass production in fluctuating light." Journal of Experimental Botany 71(7): 2339-2350.

Lamarque, L. J., et al. (2020). "Over-accumulation of abscisic acid in transgenic tomato plants increases the risk of hydraulic failure." Plant, Cell & Environment 43(3): 548-562.

Liu, L., et al. (2020). "Exogenous allantoin improves the salt tolerance of sugar beet by increasing putrescine metabolism and antioxidant activities." Plant Physiology and Biochemistry 154: 699-713.

López-Calcagno, P. E., et al. (2020). "Stimulating photosynthetic processes increases productivity and water-use efficiency in the field." Nature Plants 6(8): 1054-1063.

Lu, J., et al. (2020). "Cyclic electron flow protects photosystem I donor side under low night temperature in tomato." Environmental and Experimental Botany: 104151.

Mantoan, L. P. B., et al. (2020). "Rapid dehydration induces long-term water deficit memory in sorghum seedlings: advantages and consequences." Environmental and Experimental Botany 180: 104252.

Perera-Castro, A. V., et al. (2020). "Photosynthesis on the edge: photoinhibition, desiccation and freezing tolerance of Antarctic bryophytes." Photosynthesis Research.

Salmon, Y., et al. (2020). "Leaf carbon and water status control stomatal and nonstomatal limitations of photosynthesis in trees." New Phytologist 226(3): 690-703.

Swift, T. A., et al. (2020). "Photosynthesis and crop productivity are enhanced by glucose-functionalized carbon dots." New Phytologist n/a(n/a).

Tazoe, Y., et al. (2020). "Overproduction of PGR5 enhances the electron sink downstream of photosystem I in a C4 plant, Flaveria bidentis." Plant Journal n/a(n/a).

Tsamir-Rimon, M., et al. (2020). "Rapid starch degradation in the wood of olive trees under heat and drought is permitted by three stress-specific beta amylases." New Phytologist n/a(n/a).

Yamori, W., et al. (2020). "Increased stomatal conductance induces rapid changes to photosynthetic rate in response to naturally fluctuating light conditions in rice." Plant, Cell Environmental.

Zhang, J., et al. (2020). "Arabidopsis thaliana branching enzyme 1 is essential for amylopectin biosynthesis and cesium tolerance." Journal of Plant Physiology 252: 153208.

Zhang, L., et al. (2020). "Drought activates MYB41 orthologs and induces suberization of grapevine fine roots." Plant Direct 4(11): e00278.